domingo, 21 de octubre de 2018

Método de KATO-KATZ


CENTRO DE BACHILLERATO TECNOLÓGICO 
industrial y de servicios No.199

DESARROLLO DE TÉCNICAS PARASITOLOGICAS
 3º Semestre 
Laboratorio Clínico

''Método cuantitativo de frotis grueso Kato''

FECHA: 20/10/2018                                     GRUPO: 3º DV                         EQUIPO:1

INTRODUCCIÓN 

Este método fue descrito por Kato y Miura en 1954 a este se le denomina como frote grueso.
Esta fue evaluada por Komiya y Kobashi y Martin Beaver, quienes introdujeron la modificación de pasar la materia fecal por una malla para evitar el paso de fibras y restos alimenticios no digeridos, lo que mejoro la técnica original.
Podría decirse que esta es la técnica muy sencilla en cuanto en materias y reactivos a utilizar, en cuanto a los cálculos para el reporte de resultados estos no representan mayor problema.
El principal motivo por el cual se utiliza este método es para diagnosticar y cuantificar el hallazgo de huevos, lo cual podría decirse que los resultados que nos dan son la concentración de huevos por gramo de heces.

FUNDAMENTO

  • Método cuantitativo de helmintos, el cual se basa en la acción que tiene la glicerina alrededor de los huevos y el verde de maloquita como colorante de contraste. 
OBJETIVO
  • El alumno debe de realizar y comprender un método cuantitativo de helmintos, mediante el desarrollo de una practica de laboratorio. 
MATERIALES

  1. Aplicadores de madera.
  2. Papel celofán.
  3. Glicerina
  4. verde de malaquita al 3%.
  5. Microscopio 

MÉTODO


  • Con un abate lenguas pesar 50 mg de materia fecal a una porta objetos.
  • Cubrir la muestra con el cubreobjetos de celofán embebido en la solución de verde de malaquita y glicerina.  Invertir la preparación, presionar sobre una hoja de papel filtrar contra la superficie de la mesa de trabajo para lograr la extensión de la muestra hasta cubrir un área de 20 a 25 mm de diámetro.
  • Dejar reposar la preparación con un cubre objetos de papel celofán hacia arriba durante una hora a temperatura ambiente o a 30 min. a 34-40°C esto motivara la aclaración de las heces sin se que aclaren los huevos de helmintos.
  • Observar al microscopio, hacer el conteo de los huevos de que se encuentran en la preparación. Para obtener la cifra total, cada cuenta alcanza, multiplicar por el factor correspondiente para expresarlo en huevos por gramos de heces.
NOTA: Si se pasaron 50 mg se multiplica por 20 que es un factor constante y el producto sera la cifra a reportar.
  • Debe evitarse exceder el tiempo de aclaraciones porque esto dificultara la observación de los huevos de helmintos. Si fuese necesario demorar la observación.
PROCEDIMIENTO 







RESULTADOS

  • De acuerdo a la técnica que se realizó, los resultados que obtuvimos fueron negativos ya que no se encontró ningún huevo  o indicio de algún microorganismo en el capo de observación.
CONCLUSIÓN 

  • Esta técnica al ser uno de muchos métodos cuantitativos de helmintos, conlleva en si una gran importancia pues con esta se puede confirmar la cantidad aproximada de microorganismos infectantes dentro de un hospedero. Convirtiéndose en una técnica conveniente para completar el diagnostico de un análisis. 
REFERENCIAS




lunes, 8 de octubre de 2018

Técnica de Gota gruesa


CENTRO DE BACHILLERATO TECNOLÓGICO 
industrial y de servicios No.199

DESARROLLO DE TÉCNICAS PARASITOLOGICAS
 3º Semestre 
Laboratorio Clínico

''Técnica de Gota gruesa''

FECHA: 05/10/2018                                     GRUPO: 3º DV                         EQUIPO:1


·INTRODUCCIÓN


La técnica de gota gruesa es rutinaria y consiste en una muestra de gota de sangre, la cual se constituye de varias capas de glóbulos rojos que han sido deshemoglobinizados y se colorean con Giemsia o Wright. 

La concentración de eritrocitos facilita la detección de parásitos, ya que pueden estar presentes en su interior en bajas densidades. Con esta gota gruesa de sangre se prepara un frotis de capa delgada, el cual se fija con metanol y puede ser teñido con Giemsia o Wright, lo que favorece la identificación y observación de las características morfológicas de los parasitos en los glóbulos rojos del  Plasmodium y Trypanosoma cruzi.

  • OBJETIVO
El alumno debe manejar la técnica de gota gruesa desde una buena toma de muestra para diagnosticar parásitos del tipo del Plasmodium o Trypanosoma que se encuentren en la sangre, apoyándose con la realización de extensión de frotis y técnica de tinción, mediante el desarrollo de una práctica de laboratorio y diagnosticar si hay paludismo o tripanosomiasis.

  • FUNDAMENTO
Las técnicas en que se basan las tinciones hematológicas hacen uso de colorantes. Éstos interactúan con los componentes celulares dispuestos a modo de frotis sanguíneo sobre un portaobjetos. Los colorantes son sustancias capaces de fijarse selectivamente según su afinidad química. 

Las tinciones hematológicas se pueden definir como el conjunto de técnicas necesarias para teñir y diferenciar los distintos componentes celulares de la sangre. Estos componentes conforman la fracción forme de la sangre, y gracias a las tinciones se pueden diferenciar en un microscopio óptico.

Un colorante tipo Romanowsky está basado en el uso de una mezcla formada por un colorante ácido (eosina) y uno o varios colorantes básicos (azul de metileno, azur A, azur B y azur C). Las tinciones que se realizan con este tipo de colorante se denominan tinciones panópticas o tinciones tipo Romanowsky.
La tinción de Wright y Giemsa están catalogadas como tinciónes tipo Romanowsky. Del mismo modo que su colorante, que da nombre a la tinción, está catalogado también como colorante tipo Romanowsky.

  • MATERIAL                                                       *REACTIVOS

Lanceta desechable estéril                                  - Sol. Colorante de Wright
- 2 portaobjetos                                                      - Sol. Amortiguadora
Cuba de tinción                                                    
Piceta
Microscopio

TOMA DE MUESTRA: PUNCIÓN CAPILAR

  • Limpieza de la zona de trabajo con alcohol.
  • Limpiar y desinfectar la zona de punción al 70% y dejar secar.
  • Puncionar con lanceta estéril la zona lateral y presionar para obtener la gota de sangre, eliminar la primera gota con gasa estéril y tomar la segunda.


PREPARACIÓN DE FROTIS.

  • Colocar la segunda gota en el centro de un portaobjetos.
  • Con el borde regular de un portaobjetos limpio, se practica un frotis sanguíneo, colocándolo en un Angulo de 45° en relación al primero y deslizándolo derecha a izquierda en un solo movimiento firme y uniforme.
  • Con la punta del segundo portaobjetos, extiende la gota de sangre hasta formar un cuadro de aproximadamente 1 cm., por lado, se deja secar.
  • Se coloca el frotis en la cuba sobre el soporte para tinciones.
  • Se cubre con el colorante de Wright durante 1 min.
  • Sin escurrir se cubre con solución amortiguadora de Wright durante 7 min.
  • Se lava con agua corriente durante 1 min y se deja secar a temperatura ambiente.
  • Se le agrega una gota de aceite de inmersión antes de ponerlo en observación al microscopio. (Se observa con el objetivo de inmersión). 

Técnica de Wrigth

  • Se coloca el frotis seco en el puente de varillas de vidrio y se añade el colorante de Wrigth con un gotero, en cantidad necesaria, para cubrir la preparación durante 3 min.
  • Agregar solución buffer de fosfatos de pH 7.0 en la misma cantidad que el colorante dejándose actuar de 1-5 min.
  • Se lava con agua corriente.
  • Se deja secar y se observa al microscopio en objetivo de inmersión. (añadir una pequeñísima gota de aceite de inmersión). 
Técnica de Giemsa
  • Llenar de agua la cubeta para que los colorantes no se peguen al fondo.
  • Colocar las varillas paralelas sobre los bordes de la cubeta.
  • Colocar las extensiones sanguíneas sobre las varillas paralelas.
  • Cubrir las extensiones con metanol y esperar 4-5 minutos.
  • Decantar para eliminar el metanol.
  • Cubrir las extensiones con solución extemporánea de Giemsa recién diluída a 1/10 (una gota de Giemsa por 9 gotas de agua destilada) y dejar actuar durante 25 minutos.
  • Lavar las extensiones con agua destilada para eliminar los restos de colorante.
  • Secar las extensiones al aire, colocas en vertical.
  • Observar los frotis sanguíneos teñidos al microscopio óptico.


 DESARROLLO
















RESULTADOS

- No se observo señales de parásitos en el campo de observación 




CUESTIONARIO

¿Qué parásitos puede identificar con gota gruesa?

R= Principalmente podemos encontrar Plasmodium spp, Leishmania spp, Tripanozoma cruzi, Toxoplasma Gondii y las Micro filarias. 

¿Qué enfermedad produce a cada uno de estos parásitos y que la caracteriza?

  1. Plasmodium: malaria, P. falciparum, ovale y vivax
  2. Lishmania: Leishmaniasis, 
  3. Tripanozoma Cruzi: enfermedad o mal de Chagas
  4. Toxoplasma Gondii: Toxoplasmosis 

¿Qué es mejor para identificar parásitos gota gruesa o extensión sanguínea?

R= La gota gruesa, pues se observa la morfología de los parásitos, ya que son más abundante que en la extensión y más compactos.

CONCLUSIÓN

Una vez hecha la practica podemos deducir con el apoyo de diferentes fuentes de
investigación que al aplicar las diferentes formas de practica de este método 
se denotaran los parásitos de distintas formas, mostrando con características claras 
en el campo de observación la morfología de cada parásito.

Definiendo un poco mas el objetivo de esta técnica, el cual se enfoca en la 
observación y comprobación de cada microorganismo dentro de un organismo vivo.

REFERENCIAS

http://www.uv.mx/personal/sortigoza/files/2011/0/manual_para_gral_2012.pdf.

https://www.franrzmn.com/tincion-de-giemsa/

https://www.franrzmn.com/tincion-de-wright/


lunes, 1 de octubre de 2018

TINCIÓN DE ZIEHL

CENTRO DE BACHILLERATO TECNOLÓGICO 
industrial y de servicios No.199

DESARROLLO DE TÉCNICAS PARASITOLOGICAS
 3º Semestre 

Laboratorio Clínico

"Técnica de Ziehl-Neelsen "

FECHA: 28/09/2018                                     GRUPO: 3º DV                         EQUIPO:1


INTRODUCCIÓN:

La tinción de ZIEHL-NEELSEN es útil para visualizar quistes de protozoos intestinales que tienen la propiedad de ser Acido-Alcohol resistente.

¿Por qué se llama tinción de ZIEHL-NEELSEN?

El nombre de este procedimiento de microbiología hace referencia a sus autores; el bacteriólogo Franz Ziehl y el patólogo Friedrich Neelsen.

OBJETIVOS:

Diferenciar las bacterias ácido-alcohol resistentes (AAR) de las que no lo son. Usando, para ello, la tinción diferencial de Ziehl-Neelsen.

FUNDAMENTO

El fundamento de esta técnica de tinción se basa en las propiedades de la pared celular d estos microorganismos. La pared está formada por un tipo de ácidos grasos llamados ácidos micolicos; estos se caracterizan por presentar cadenas muy largas.

  En la tinción Ziehl Neelsen se utiliza el compuesto fenólico carbol fucsina, un colorante básico. Este tiene la capacidad de interactuar con los ácidos grasos de la pared celular, la cual es de textura cerosa a temperatura ambiente.

El ácido que se usa posteriormente sirve para decolorar las células que no fueron teñidas porque su pared no era lo suficiente afín al colorante; por lo tanto, la fuerza del decolorante ácidos es capaz de eliminar el colorante acido. Las células que resisten a esta decoloración se llaman Acido-Resistentes.
MATERIALES:
ü Muestra de heces fecales
ü Portaobjetos

MATERIAL DE IDENTIFICACION:
ü Aplicador
ü Mechero
ü Metanol

REACTIVOS:
ü Agua corriente
ü Fucsina fenicada
ü Alcohol-Acido Orth
ü Azul de metileno Loeffler


PREPARACION DE LA MUESTRA

En general, una muestra de espécimen puede ser colocada directamente sobre el portaobjetos aplicando las recomendaciones específicas, recordando siempre tener una preparación delgada y homogénea. 

Las películas secadas al aire son fijadas con calor suave sobre la flama de un mechero y luego pasadas a través de ella. Debe terse cuidado para evitar el calor excesivo, que puede alterar la forma bacteriana.

PREPARACIÓN DE REACTIVOS

Los reactivos que se incluyen en este equipo están preparados para ser usados directamente.
PROCESO:

Ø Etiquetar muestra y rotular portaobjetos

Ø Tomar una pequeña porción de heces (que contenga moco).

Ø Realizar una extensión “FINA” evitando “ESTRIADO”

Ø Dejar secar.

Ø Fijar con metanol o con mechero 2 o 3 veces rápido y dejar enfriar.

Ø Fijado el frotis, cubrir toda la laminilla con el colorante Fucsina Fenicada Kinyoun. Se tiñe durante 1 a 5 minutos (método en caliente).

Ø Lavar en agua caliente, sacudiendo para eliminar los restos de agua.

Ø  Cubrir el portaobjetos con el Azul de Metileno durante 30 a 90 segundos.

Ø Lavar repetidas veces con agua corriente.

Ø Decolorar con Acido alcohol durante 20 a 30 segundos.

Ø Lavar con agua corriente.

Ø Secar y observar al microscopio. Con el objetivo de inmersión.













CUESTIONARIO

¿Qué significa que sea un ácido-alcohol resistente?

Es la propiedad física de algunas bacterias a la resistencia a la decoloración de la fucsina básica (rojo) la cual penetra en la célula por acción del fenol y el calor.

¿Qué reacción tiene la fijación a mechero?

Preserva la morfología externa de los microorganismos pero no las estructuras externas.

Función de Azul metileno:

(CLORURO DE METILTIONINA) colorante orgánico que se usa para tratar una enfermedad llamada metahemoglobinemia.

Función de Fucsina:

Tiñe a las bacterias Gram (-) de rojo

Otros usos de la tinción ZIEHL NEELSEN

Ø Phylum Apicomplexa (coccidios intestinales)

Ø Diagnóstico de la  tuberculosis

Ø Diferencia a las bacterias en 2 grupos:
1. Aquellas capaces de resistir a la decoloración alcohol- ácido
2.   Aquellas no resistentes


CYLOSPORA

Parásito que puede afectar el tracto digestivo provocando diarrea.

ISOSPORA

Es un género de potistas del filo de Apicomplexa que causa la enfermedad de isosporiasis en los seres humanos y animales. Es un coccidio formador de quistes que se transmite por vía fecal y oral.  Infecta células epiteliales del intestino delgado y es la causa más común de cocciodiosis en perros y gatos.


RESULTADOS:
Al utilizar el ácido-alcohol sobre la preparación causamos la muerte de diversas bacterias y de microorganismos; por lo que es muy difícil percibir un parasito vivo, dejando un campo limpio de observación.

 

BIBLIOGRAFIA.
Ø Apurba, S. & Sandhya, B. (2016). Essentials of practical Microbiology (1st ed.). Jaype Brothers Medical Publishers.
Ø Bauman, R. (2004). MICROBIOLOGY with Diseases by Body System (4th ed.). Pearson Education. Inc.